Test dimplantation
1. Effet biologique : Test d’implantation
2. Délai d’exécution : 6 semaines (après approbation du comité d’éthique local)
3. Exigences en matière d’échantillons :
USP
à déterminer individuellement ;
4. Quantité d’animaux : 2 lapins ou 5 rats
USP <88>
Le test d’implantation est conçu pour l’évaluation des matériaux plastiques et autres matériaux polymères en contact direct avec des tissus vivants. Il est important de préparer correctement les bandes d’implant et de les implanter dans des conditions d’asepsie.
1) Implantation intramusculaire chez le lapin
Animaux de laboratoire
Sélectionner des lapins adultes en bonne santé, pesant au moins 2,5 kg et dont les muscles paravertébraux sont suffisamment grands pour permettre l’implantation des bandelettes réactives. N’utiliser aucun tissu musculaire autre que le site paravertébral. Les animaux doivent être anesthésiés avec un agent anesthésique couramment utilisé, à un degré suffisamment profond pour empêcher les mouvements musculaires, tels que les contractions.
Procédure
Effectuer le test dans un endroit propre. Le jour du test ou jusqu’à 20 heures avant le test, couper la fourrure des animaux des deux côtés de la colonne vertébrale. Enlever les poils détachés à l’aide d’un aspirateur. Tamponner légèrement la peau avec de l’alcool dilué et sécher la peau avant l’injection. Implanter quatre bandes de l’échantillon dans le muscle paravertébral d’un côté de la colonne vertébrale de chacun des deux lapins, à 2,5-5 cm de la ligne médiane et parallèlement à la colonne vertébrale, et à environ 2,5 cm l’un de l’autre. De la même manière, implanter deux bandes de polyéthylène haute densité USP RS dans le muscle opposé de chaque animal. Insérer un stylet stérile dans l’aiguille pour maintenir la bande implantée dans le tissu lors du retrait de l’aiguille. Si un saignement excessif est observé après l’implantation d’une bande, placer une double bande à un autre endroit.
Observation
Garder les animaux pendant une période d’au moins 120 heures et les sacrifier à la fin de la période d’observation en leur administrant une surdose d’agent anesthésique ou d’autres agents appropriés. Laisser s’écouler suffisamment de temps pour que le tissu puisse être coupé sans saigner. Examiner macroscopiquement la zone de tissu entourant la partie centrale de chaque bande d’implant. Utiliser une loupe et une source de lumière auxiliaire. Observer les sites d’implantation de l’échantillon et du témoin pour détecter les hémorragies, les nécroses, les décolorations et les infections, et consigner les observations. Mesurer l’encapsulation, le cas échéant, en notant la largeur de la capsule (de la périphérie de l’espace occupé par l’implant témoin ou échantillon à la périphérie de la capsule) arrondie au 0,1 mm le plus proche.
Score
Calculer les différences entre les scores moyens pour les sites de l’échantillon et du contrôle. Les exigences du test sont satisfaites si la différence ne dépasse pas 1,0 ou si la différence entre les scores moyens de l’échantillon et du contrôle pour plus d’un des quatre sites d’implantation ne dépasse pas 1 pour tout animal implanté.
2) Implantation sous-cutanée chez le rat
Animaux de laboratoire
Sélectionner des rats sains pesant entre 225 et 350 g au moment de l’implantation.
Procédure
Effectuer le test dans un endroit propre. Anesthésier l’animal jusqu’à ce qu’un plan chirurgical soit réalisé. Couper la fourrure des animaux des deux côtés de la colonne vertébrale. Enlever les poils détachés à l’aide d’un aspirateur. Nettoyer la zone coupée avec une solution de povidone iodée. En utilisant une technique aseptique, pratiquer deux incisions médianes (d’environ 1,0 cm de long) à travers la peau dans les régions crânienne et caudale sur la surface dorsale. En utilisant une dissection émoussée, séparer le fascia reliant la peau au muscle pour former une poche sous la peau de chaque côté de l’incision (base de la poche à environ 20 mm de la ligne de l’implant). Insérer un échantillon stérile dans chaque poche et refermer l’incision à l’aide de clips ou de sutures. Implanter deux échantillons de test et deux échantillons de contrôle dans chacun des cinq rats. Garder les animaux pendant une période d’au moins sept jours et les sacrifier à la fin de la période d’observation par hypoxie induite par le CO2 ou par l’administration d’une surdose d’agent anesthésique. Laisser s’écouler suffisamment de temps pour que le tissu puisse être coupé sans saigner. Couper la peau (face dorsale) longitudinalement et l’allonger. Examiner soigneusement au microscope la zone du tissu entourant l’implant. Couper l’échantillon en deux et le retirer pour examiner de près le tissu en contact direct avec l’échantillon. Utiliser une lentille grossissante et une source de lumière auxiliaire, le cas échéant.
Observation
Observer les sites d’implantation de l’échantillon et du témoin pour détecter les hémorragies, les nécroses, les décolorations et les infections, et consigner les observations. Mesurer l’encapsulation, le cas échéant, en notant la largeur de la capsule (de la périphérie de l’espace occupé par l’implant Contrôle ou Échantillon à la périphérie de la capsule) arrondie au 0,1 mm le plus proche.
Score
Calculez les différences entre les scores moyens pour les sites de l’échantillon et du contrôle. Les exigences du test sont satisfaites si la différence ne dépasse pas 1,0.